MANGENAL USAHA BUDIDAYA IKAN TAWES

MANGENAL USAHA BUDIDAYA IKAN TAWES

Pengenalan Jenis Ikan Tawes

Nama daerah dari ikan tawes ini adalah wader atau putihan, selama ini nama spesiesnya puntius javanicus dan puntius goniotatus , dan masuk dalam genus puntius.

Gambar 1. Ikan Tawes

Ordo    : Ostariophysi

Famili  : Cyprinidae

Genus  : Puntius

Spesies : Puntius javanicus

Ikan ini memiliki ciri-ciri , badan memanjang, pipih kesamping (kopressed), bentuk punggung merupakan busur, tinggi badan 1 : 2,4 - 2,6 kali panjang standar. Mocong runcing, mulut terletak di ujung terminal (tengah) kecil dan mempunyai dua pasang sungut yang sangat kecil.

Permulaan sirip punggung berhadapan dengan sisik garis rusuk yang kesepuluh sirip punggung berbentuk seperti jari-jari. Sirip dubur bercagak, permulaan sirip ini berhadapan dengan sisik line lateralis ke-19, sirip ekor bercagak dalam dengan lobus membulat, sisik garis rusuk (line lateralis) berjumlah 29-31.

Sisik berwana putih keperak-perakan, di bagian punggungya warna lebih gelap sedangkan dibagian perut berwarna lebih putih , dasar sisik kelabu sampai gelap.

Minimal ada 4 jenis ikan tawes yang pernah ditemukan diperairan, meskipun masih ada beberapa diantaranya yang sulit ditemukan karena populasinya tidak begitu banyak, selain jarang masyarakat yang membudidayakanya, kehadiranya atau keberadaanya sering di abaikan. Namun ada juga jenis-jenis yang sudah sangat umum dan banyak ditemukan diperairan karena juga sudah bisa dibudidayakan oleh masyarakat. Malah jenis-jenis inilah yang menjadi bentu umum ikan tawes.

Adapun keempat jenis ikan tawes tersebut dapat disebutkan antara lain:

Tawes Biasa

Ikan ini memiliki sisik yang berwarna kelabu dan sudah menjadi bentuk umum dari tawes yang yang sering di budidayakan di masyarakat. Tawes ini dengan mudah ditemukan pada para petani ikan diseluruh indonesia, misalnya, jakarta, jawa barat, jawa tengah ,(Ngrajek,Muntilan), dan lain-lain tempat.

Tawes Bule

Ikan ini memiliki sisik albino, dan jarang terdapat diperairan umum maupun dikolam-kolam masyarakat, namun ikan ini diduga mulai ada sejak tahun 1936.

Tawes Silap

Tawes silap mempunyai sisik yang berwarna putih kelabu, seperti  tawes biasa, namun sisik yang berwarna putih ini bercampur dengan sisik yang berwarna keperakan, sehngga sulit membedakan ikan tawes silap ini dengan ikan tawes biasa. Seperti halnya ikan tawes bule , ikan tawes silap ini pun jarang ditemukan.

Tawes Kumpay

Seperti halnya ikan mas kumpay, ikan tawes kumpay mempunyai sirip dada dan sirip ekor yang relatif panjang. Ikan ini berwarna putih  kelabu dan jarang ditemukan di kolam petani maupun di perairan umum.

Kebiasaan Hidup Ikan Tawes Di Alam

Ikan tawes ini pada alam aslinya merupakan ikan penghuni sungai yang biasanya bearus deras. Ikan ini mempunyai ketahanan hidup diair payau hingga 7 permil. Sebagai buktinya, ikan ini berkembang pesat di cengkareng (jakarta), yang dikenal berair asin sehingga ikan ini sangat cocok ontuk di pelihara diwaduk-waduk, kolam dengan air agak asin, dan sawah. Pada penebaran bibit ikan didaerah jawa tengah, waduk gajah mungkur misalnya, ikan tawes dipilih sebagai ikan yang diharapkan dapat tumbuh dan berkembang dengan biak.

Kebiasaan Makan Ikan Tawes

Banyak orang yang menyangka ikan tawes ini sebagai ikan pemakan segala, ini mungkin dikarenakan ikan ini dapat menerima makanan dalam bentuk apapun. Namun kalau kita telusuri lebih jauh akan ketahuanlah bahwa ikan sungai ini lebih banyak memakan tumbuhan-tumbuhan air seperti hydrilla verticillata Ipresl dan ceratophyllum demersum L, dan lain-lainya.

Ikan dewasa juga sering di temukan memakan daun-daunan tanaman darat seperti daun singkong, rumput-rumputan lunak. Larva memakan alga bersel satu (unicellular) dan Zoo Plankton yang halus. Sedangkan ikan dan benih-benih dan ikan dewasa  memakan tumbuhan air , dengan melihat kebiasaan makan bahwa ikan tawes tergolong sebagai herbivora dan bukan omnivore.

Kebiasaan Berkembang Biak

Ikan tawes di kenal sebagai ikan yang mudah berkembang biak di alam, oleh karenanya tidak sulit juga mengembangkanya dikolam pemeliharaanya. Ikan ini dialam pada umumnya berbiak pada awal musim hujan, saat permukaan air naik yang menibulkan rangsangan karena adanya bau tanah, namun demikian ikan ini mudah dikawinkan disetiap saat tanpa mengenal musim dengan terlebih dulu melakukan manipulasi lingkungan.

Dialam ikan ini mulai matang kelamin pada umur yang relatif muda sekitar satu tahun, pada ikan jantan kematangan kelamin terjadi lebih cepat, yaitu sekitar 6-8 bulan. Ikan ini dapat dikembangkan tanpa mengalami kesulitan pada tempat berketinggian tidak lebih dari 1.100 m dari permukaan air lau, namun dari penelitian lebih jauh diperoleh keterangan bahwa ikan ini sangat jika dibiakan pada tempat dngan ketinggian tidak lebih dari 500 m dpl.

Jika akan  melakukan pemijahan, ikan ini tidak memerlukan alat bantu khusus untuk mempercepat proses pemijahan atau pun  untuk melindungi tlur-telurnya. Ini dikarenakan ikan tawes mempunyai telur yang bersifat demersal atau melayang didasar kolam. Sama sekali tidak berperekat seperti halnya telur ikan mas, maka bila air kolam tersebut kita gerakan telur ikan tawes yang tengelam di dasar kolam akan kembali melayang. Karena sifat telurnya yang demikian itu, maka untuk pemijahan ikan tawes secara terkontrol yang mempergunakan rangsangan exstra kalenjar hipofisa , telur-telurnya biasanya diteteskan pada corong penetasan yang dilengkapi dengan aliran air dari bawahnya, cara itu tidak lain untuk menjaga agar telur-telur ikan tawes tetap mengapung dan tidak terkumpul didasarnya yang menyebabkan tlurnya membusuk.

Memilih Induk Ikan Tawes

Meskipun ikan tawes tersebut sudah diketahui bisa dipijahkan pada umur 6 bulan untuk jantan dan setahun untuk ikan betina, namun sebaiknya mempergunakan induk yang berumur lebih dari sepuluh bulan untuk jantan dan 14 bulan untuk betina. Induk jantan yang di pergunakan untuk pemijahan sebaiknya jangan terlalu tua dan tidak terlalu sering dikawinkan, sebagai batas yang ideal maka sebaiknya induk betina tidak lebih 6 kali perkawinan. Ikan yang sudah tua biasanya berwarna kusam, tidak becahaya sisiknya, selain harus cerah sisiknya pun harus tersusun dengan teratur dan relatif besar, jangan ada cacat pada badanya, sebab dikhawtirkan akan menularkan pada keturunanya. Sebaiknya dipilih induk yang gesit gerakanya yang menandakan badannya sehat.

Selain harus berbadan sehat persyaratan bentuk tubuh pun harus dipenuhi bagi ikan yang akan memasuki kolam pemijahan. Badan dilihat punggunya harus  tinggi terlihat kokoh , dan tak terlihat adanya tulang yang bengkok atau cacat pada bagian insang, bentuk kepala membulat dan panjang dengan lubang anus terletak jauh di belakang, ini biasanya terlihat pada induk betina yang sudah matang gonad , ditambah lagi perut betina ini biasaya membulat jika sudah dipenuhi dengan telur, tingkah induk betina yang matang telur biasanya jinak sedangkan induk jantan sebaliknya , gesit, galak, sedikit garang dan terlihat enerjik.

Untuk membedakan induk jantan dan betina ikan tawes selain perbedaan bentuk perut bagi yang sudah matang gonad dapat juga dengan meraba pipi ikan  yang akan dijadikan induk. Induk jantan mempunyai pipi yang kasar sedangka induk betina mempunyai pipi yang halus.

Ikan jantan yang telah matang gonad akan mengeluarkan cairan berwarna putih seperti santan yang tidak lain adalah sperma, apabila kita mengurutnya dari arah perut kelubang dubur. Sedangka induk betina yang sudah matang gonad akan menunjukan bentuk badan jelek karena mengembangya perut selain kearah samping juga kearah perlepasan. Selain itu juga pada lubang gental berwarna kmerah-merahan atau terdapat bintik merah sebelah belakangnya. Kalau kita menyepatkan diri untuk meraba perutnya ikan matang kelamin biasanya perutnya kenyal dan tidak mengembang.

Pemijahan Ikan Tawes di Kolam

Seperti kenyataan ikan yang tergolong keluarga cyprinidae, ikan tawes pun memerlukan pemasukan air yang baru dan segar selama proses pemijahan. Selain air baru tersebut kolam yang akan dipergunakan untuk pemijahan harus mendapatkan perlakuan khusus terlebih dahulu ini bertujuan agar pelaksanaan pemijahan dapat berlangsung dengan baik tanpa hambatan.

Seperti telah di singgung di atas, ikan tawes mempunyai telur yang bersifat demersal atau melayang didasar kolam. Maka tidak perlu disediakan alat penempel telur apapun bahan pembuat sarang karena induk ikan tawes ini tidak punya keahlian atau merawat keturunanya. Tetapi bukan berati kita boleh becerobah begitu saja dalam mempersiapkan kolam pemijahan justru disinilah kita ditantang untuk berfikir praktis namun tepat dalam menyediakan tempat pemijahan dengan melihan terlebih dahulu kebiasaan berkembangnya dialam.

Pembuatan Kolam

Membuat sebuah kolam pada jakikatnya adalah membuat suatu pematang yang kokoh, yang mampu menahan masa air yang besar, oleh karena itu faktor tanah yang merupakan bahan baku maupun dasar dari kontruksi kolam yang akan dibuat, haruslah mendapatkan perhatian dalam pembuatan kolam ini.

Untuk mendapatkan kolam yang memenuhi syarat teknis yaitu mudah di isi air dan dikeringkan, haruslah dengan memadukan antara kegiatan pengalian tanah dan penimbunan tanah, kegiatan ini peting dilakukan dan di perhatikan khususnya bagi yang pertama kali akan membangun kolam di pekarangan karena sangat berpengaruh bukan saja dari segi teknis yaitu sesuai tidaknya kolam tersebut, tetapi juga akan menyangkut anggaran pengeluaran yang sia-sia jika terjadi kesalahan. Bayangkan saja jika kita harus mengali tanah sedalam satu meter, ditambah lagi harus membuang tanah ketempat yang jauh, padahal dua kegiatan tersebut bisa  dilakukan dengan seirama, dalam arti kata tanah yang digali hanya separuhnya dengan tambahan penimbunan tanah hasil galian itu sendiri untuk mendapatkan kolam yang sesuai dengan kedalaman yang dikehendaki ada juga orang yang membuat kolam dengan jalan membangun pematang hasil timbunan tanah yang entah didapat dari mana, tentu saja perkerjaan ini membutuhkan biaya yang tidak sedikitpadahal itu tidak begitu di butuhkan dalam kegiatan budidaya.

Kontruksi Kolam Pemijahan

Karena selama proses perkawinan harus ada pengantian air atau dengan kata lain pemasukan air baru maka konsetrasi kolam harus ada pintu pemasuk air yang berhubungan  langsung dengan saluran permukaan air, dan pintu permukaan air yang juga harus berhubungan dengan saluran pembungan, air yang dipergunakan sedapat mungkin berasal dari saluran pemasukan air, ini dimaksudkan untuk mendapatkan air yang segar dalam arti beum tercemar oleh gas-gas yang tidak dikehendaki dan masih kaya akan oksigen.

Bentuk kolam sebaiknya empat persegi panjang dengan luas tidak kurang dari 200 m2. Dasar kolam sebaiknya tidak terlalu berlumpur karena akan menyebabkan telur tidak menetas jika tertutup lumpur, dasar kolam pemijahan dibuatkan kemalir atau saluran tengah yang berukuran lebar 40 cm dan dalam 20 cm, yang menghubungkan pintu pemasukan dan pengeluaran air. Saluran ini berguna pada saat penangkapan benih nantinya, karena benih dapat berkumpul disaluran ini sehingga mudah mengurusnya, jika kemalir ini tidak beres alamat akan banyak korban berjatuhan pada saat penangkapan benih, kemalir ini harus mengikuti kemiringan kolam yaitu bagian terendah terletak pada pintu pengeluaran air, dasar kemalir hurus sama dengan dasar pintu pengeluaran ini dimaksudkan bila kolam dikeringkan atau pada saat penangkapan benih, air berjalan dengan lancar dan kolam dapat dikeringkan seluhnya tanpa ada air yang tersisa, jika dasar pintu pemasukan terletak lebih tinggi dari dasar kemalir, maka pada waktu penangkapan benih dilakukan akan mengalami gangguan karena benih tidak dapat berkumpul dikemalir.

Persiapan Pemijahan Ikan Tawes

Dalam pesiapan pemijahan berbeda dengan ikan emas yang membutuhkan luas kolam hanya beberapa meter persegi ikan tawes ini membutuhkan kolam yang relatif luas untuk pemijahanya yaitu berkisaran 200-300 m2, harap maklum saja kolam pemijahan ikan tawes ini dipergunakan juga sebagai kolam penetasan dan pedederan atau, lebih tepatnya perawatan benih. Jika kalau diumpamakan kolam pemijahan ikan tawes seperti ini kolam pendederan ikan mas yang dipergunakan untuk mempertemukan induk jantan danbetina.

Pengeringan dasar kolam dilakukan selama 2-3 hari namun harus dijaga agar dasar kolam ini akan menyebabkan sebagian telur tawes yang jatuh kedalamnya akan tertutup lumpur, setelah kering air mulai dimasukan pada pagi hari, jika air telah mencapai kedalaman 20 cm, induk sudah boleh dimasukan, namun pemasukan air masih terus dilakukan dan monnik diatur agar ketinggian air tetap 70 cm dibagian pengeluaran dan 40 cm di bagian pemasukan, pintu pemasukan air ini sedapat mungkin ditepatkan agak ketengah kolam mengingat ikan tawes ini punya kebiasaan unik mengejar arus, sehingga sering kali melncat keluar kolam.

Pemijahan Ikan Tawes

Pada jam 16.00 pemasukan air kedalam kolam diperbesar untuk memberikan rangsangan alami pada ikan tawes ini, biasanya pada saat itu induk sudah mulai berkejar-kejaran didalam kolam. Banyaknya induk tawes berdasarkan perbandingan berat, biasanya jumlah induk jantan lebih banyak karena ukuran masih rrelatif masih kecil pada saat matang kelaminya.

Jika tidak ada aral melintang dan penyimpangan yang prinsipal maka ikan tawes tersebut akan memulai misinya pada sekitar jam 19.00-22.00 yang biasanya ditandai dengan suara berdengungap seperti indian apache melakukan peryerbuan. Pemijahan ini biasanya terjadi ditepi yang dangkal didepan pintu pemasukan air , ini sangat menguntungkan karena telur yang hanyut keluar kolam dapat dicegah. Namun tidak jarang pemijahan ini terjadi justru didekat pengeluaran air, dan ini yang sangat tidak diharapkan karena sebagian telur akan hanyut terbawa air. Rupanya ikan rawes ini akan memijah di tempat yang dekat dengan bunyi air, untuk menghindarka pemijahan ini ditempat yang tidak di inginkan .

Ikan tawes yang telah selesai memijah tetap di biarkan di dalam kolam pemijahan bersama dengan telur-telurnya, telur ikan tawes ini akan menetas dalam tempo yang relatif singkat sekitar 13 jam, pada suhu antara 24-23^oc . penetasan yang relatif singkat ini dimungkinkan karena telur ikan tawes berdinding sangat tipis.  Makanan tambahan bagi induk diberikan dedak, daun singkong, kangkung, dan sebagainya. Anak-anak  ikan yang sudah bersama –sama induknya tersebut juga diberikan makanan tambahan dedak halus. Dan setelah 25 hari barulah kolam boleh dikeringkan untuk dipanen benihnya. Sedangkan induk-induk ikan dikembalikan kekolam pemeliharaan induk untuk menunggu kematangan telur induk betina sehingga kembali dipijahkan.

 Penetasan Telur

Setelah terjadi proses pemijahan pada indukan tawes, proses berikutnya adalah penetasan telur. Hal-hal yang perlu dicermati pada tahapan penetasan telur yaitu :

§  Setelah induk ikan tawes bertelur, air yang masuk ke kolam diperkecil agar telur-telur tidak terbawa arus, penetasan dilakukan di kolam pemijahan juga

§  Pagi hari diperiksa bila ada telur-telur yang rnenumpuk di sekitar kolam atau bagian lahan yang dangkal disebarkan dengan mengayun-ayunkan sapu lidi di dasar kolam

§  Pada umumnya, telur ikan tawes menetas semua setelah 2-3 hari

§  Dari ikan hasil penetasan dipelihara di kolam tersebut selama kurang lebih 21 hari

Pemungutan Hasil Benih

Setelah telur ikan menetas semua dan benih berkembang, benih ikan siap berumur 21 har ini siap diangkat. Dalam pengangkatan benih ini perlu diperhatikan hal-hal berikut :

·         Sebaikknya proses pemanenan dilakukan pada pagi hari

·         Pemanenan dilakuakan dengan cara menyurutkan/mengeringkan kolam

·         Setelah benih berada dikamalir/dicaren, benih ditangkap dengan menggunakan waring atau seser

·         Selanjutnya benih ditampung di hapa yang telah ditempatkan di saluran air mengalir dengan aliran air tidak deras

·         Benih lersebut selanjutnya dipelihara lagi di kolam pendederan atau dijual. 

Pendederan

Bibit yang diperoleh selanjutnya dipelihara kembali atau dikenal dengan istilah pendederan.

Ø  Mula-mula kolam dikeringkan selama 2-3 hari

Ø  Dilakukan perbaikan pematang, pembuatan caren/saluran

Ø  Kemudian, dasar kolam diolah dicangkul, kemudian dipupuk dengan Urea & SP 36 sejumlah 10gr/m2 dan pupuk kandang 1 – 1,5 kg/m2 tergantung kesuburannya.

Ø  Setelah kolam dipupuk kemudian diairi setinggi 2-3 cm dan dibiarkan 2-3 hari kemudian air kolam ditambah sedikit demi sedikit sampai kedalaman 50 cm

Ø  Kemudian benih ditebar di kolam pendederan dengan padat tebar 10-20 ekor/m2

Ø  Pemeliharaan dilakukan kurang lebih 3 minggu – 1 bulan.

Ø  Selanjutnya dapat dipanen dan hasil benih dapat dijual atau ditebar lagi di kolam pendederan II.

Dalam pembibitan ikan tawes ini, penjualan bibit ikan dapat dilakuakan dalam beberapa kurun waktu tergantung dari permintaan

Pembesaran  Ikan Tawes

Pembesaran ikan tawes biasanya dilakukan dengan  menebarkan  benih yang berukuran 8 cm dengan kepadatan 3-4 ekor/m² , atau bisa juga dilangsungkan dari pendederan  ikan yang berukuran 5 cm . ketinggian air dikolam ini berkisaran antara 40-60 cm dengan aliran air yang  stabil dan debit air yang tidak terlalu besar . pembesaran ikan tawes ini dimaksudkan untuk mendapatkan ikan yang berukuran komsumsi dan jika memungkinkan mendapatkan indu-induk tawes baru. Pembesaran biasanya berlangsung cukup panjang yaitu antara 4-6 bulan, makanan tambahan harus diberikan setiap hari misalnya daun singkong, kangkung , dan dedak. Pemberian daun-daunan cukup diberikan dibeberapa tempat, tanpa perlu menyebarkan diseluruh permukaan kolam, sedangkan pemberian makanan dedak dapat disebarkan  merata keseluruh kolam. Pemberian makanan ini sebaiknya dilakukan disore dan pagi hari. Ikan-ikan  tawes sangat kelihatan sekali rakusnya sedang diberikan makanan tambahan.

             Setelah ikan berumur 6 bulan sudah dapat dilakukan pemanenan atau dijadikan ikan lauk di meja makan, jika produksi ikan tawes meningkat maka jalan penyelamatanya selain sebagian di ambil sebagai induk baru, dapat juga diawetkan sebagai ikan asin yang sangat digemari oleh masyarakat, untuk pemasaran ikan tawes ini tidak begitu susah karena ikan ini sudah lama dikenal oleh masyarakat dan cukup banyak peminatnya.

DARTAR PUSTAKA

Hhtp. Kontruksi Kolam Budidaya Ikan Tawes. Com. Pdf. Di Ungah Pada Tanggal 5 Oktber 2011. Pekanbaru

Tehnik Budidaya Ikan air Tawar Dipekarangan. Com.

SUSANTO, HERU. Budidaya ikan di pekarangan. Jakarta: penebar Swadaya, 2003.150 Hal.

WWW. Budidaya Ikan Air Tawar. Com. Pdf, Di Akses Pada tanggal 8 Oktober 2011. Pekanbaru

WWW. Usaha Budidaya Dipekarangan Rumah. Com. Di Akses Pada Tanggal 8 Oktober  2011. Pekanbaru

Penulis : David Kurniawan, S.St.Pi

Penyuluh perikanan

Probiotik Bacillus Cereus untuk pengendalian penyakit Streptococcosis ikan nila

PENDAHULUAN

Ikan nila (O. niloticus) merupakan jenis ikan air tawar yang memiliki keunggulan yang menguntungkan. Pertumbuhan yang sangat cepat, mudah dipelihara, tahan terhadap kondisi air yang buruk, memiliki nilai gizi, dan nilai ekonomis yang cukup tinggi (Sumiarti, 2000). Ikan nila (O. niloticus) sudah lama dikenal oleh masyarakat luas sebagai ikan konsumsi, mengandung nutrisi yang hampir sama dengan jenis ikan air tawar lainnya. Nila merupakan ikan yang banyak diminati masyarakat sebagai sumber protein hewani dengan kandungan gizi 17,7% protein dan 1,3% lemak (Rukmana, 1997 dalam Sumiarti, 2000). Ikan nila mulai dikembangkan di masyarakat dengan tujuan untuk meningkatkan komoditi perikanan dan pemenuhan kebutuhan protein hewani. Potensi pasar ikan nila termasuk cukup prospektif. Permintaan pasar internasional ikan nila mencapai 200.000 ton/tahun (Sumiarti, 2000). Untuk memenuhi permintaan pasar tersebut maka budidaya nila dilakukan secara intensif dengan padat penebaran yang tinggi serta pemberian pakan yang berlebihan. Kondisi tersebut dapat memicu timbulnya berbagai penyakit yang disebabkan oleh bakteri patogen.

Penyakit yang banyak menginfeksi ikan nila adalah Streptoccocosis yang disebabkan oleh bakteri S. agalactiae (Chang & Plumb, 1996). Streptococcosis akibat infeksi Streptococcus merupakan penyakit pada tilapia yang biasa dihadapi petani ikan dalam usaha budidaya dan dapat menyebabkan kematian ikan yang tinggi (Baya et al., 1990).

Berbagai cara telah berhasil dilakukan untuk mengendalikan infeksi bakterial pada ikan baik secara kuratif (pengobatan) maupun preventif (pencegahan). Penggunaan antibiotik dan bahan kimia dapat digunakan untuk menanggulangi infeksi bakterial, Namun, dalam penggunaan zat kimia tersebut dapat menimbulkan resistensi pada ikan dan juga dapat membahayakan manusia sebagai konsumen. Saat ini telah banyak dikembangkan metode lain yang lebih aman dan efektif, salah satunya adalah dengan penggunaan probiotik. Probiotik adalah agen mikroba hidup yang mampu memberikan keuntungan bagi inang yakni dengan memodifikasi komunitas mikroba atau berasosiasi dengan inang, memperbaiki nilai nutrisi, dan pemanfaatan pakan, meningkatkan respons inang terhadap penyakit, dan memperbaiki kualitas lingkungan (Verschuere et al., 2000).

Bacillus cereus merupakan bakteri probiotik yang diisolasi dari usus ikan nila (Lusiastuti et al., 2011). Short et al. (1999) mengemukakan bahwa kriteria yang perlu dipertimbangkan untuk mendapatkan probiotik dengan pengaruh positif yang optimal bagi inangnya antara lain memiliki jumlah sel hidup dengan kepadatan 107-109 CFU/mL. Namun, sejauh ini belum ada informasi mengenai dosis probiotik B. cereus yang efektif dan dapat meningkatkan ketahanan pada benih ikan nila. Penelitian ini bertujuan untuk mengetahui kualitas dan dosis yang tepat dari probiotik B. cereus yang diaplikasikan lewat pakan terhadap ketahanan benih ikan nila yang diinfeksi oleh S. agalactiae.

BAHAN DAN METODE

Ikan uji yang digunakan dalam penelitian ini adalah benih ikan nila BEST dengan bobot 15-20  g sebanyak 800 ekor berasal dari kolam pembenihan nila di Instalasi Riset Lingkungan Perikanan Budidaya dan Toksikologi, Cibalagung. Ikan dipelihara dalam akuarium dengan kepadatan 10 ekor/akuarium. Ukuran ikan 6-7 cm dan volume air 20 liter. Probiotik yang digunakan adalah B. cereus yang diisolasi dari usus ikan nila, yang dicampur dengan pakan komersial sebesar 1% (1 g probiotik/100 g pakan) (Wang et al., 2008), 2% prebiotik berupa tepung ubi jalar (2 g tepung/100 g pakan) dicampurkan dengan 1% probiotik B. cereus dalam pakan komersial (sinbiotik) (Mahious et al., 2006). Pakan komersial berupa pelet terapung dengan kadar protein 31%-33%.

Metode yang digunakan dalam penelitian ini adalah eksperimen dengan rancangan acak lengkap yang terdiri atas 4 perlakuan dan 3 kali pengulangan yaitu:

A         = Pemberian pakan tanpa penambahan probiotik dan prebiotik (kontrol)

B         = Pemberian pakan dengan penambahan probiotik B. cereus sebesar 1% (1 g/100 g pakan (Wang et al., 2008)

C         = Pemberian pakan dengan penambahan prebiotik sebesar 2% (2 g/100 g pakan)

D         = Pemberian pakan dengan penambahan sinbiotik (1% probiotik + 2% prebiotik)

Penyiapan dan Pencampuran Probiotik B. cereus dalam Pakan

Satu ose B. cereus dimasukkan ke dalam media TSB volume 25 mL selanjutnya dikultur pada shaker bergoyang selama 24 jam pada suhu 29oC. Bakteri dipanen dan disentrifus selama 15 menit pada kecepatan 5.000 rpm. Endapan (pelet) ditambahkan 25 mL PBS dan di-mixer. Kemudian disentrifus lagi selama 10 menit dengan kecepatan 5.000 rpm. Perlakuan ini dilakukan sampai dua kali sehingga B. cereus siap digunakan. Pakan komersial disiapkan sebanyak 10 g dan B. cereus dilarutkan dalam PBS (1% dari 10 g pakan) yaitu 0,1 g atau 0,1 mL probiotik dan kuning telur (2% dari 10 g pakan) yaitu 0,2 g. Kuning telur 0,2 g; B. cereus 0,1 mL; dan pakan komersial sebanyak 10 g dicampur ke dalam mortar dan diaduk sampai merata. Penyiapan ini untuk satu akuarium. Hal ini dilakukan sebanyak 3 kali untuk 3 akuarium dengan perlakuan penambahan probiotik.

Penyiapan dan Pencampuran Prebiotik Tepung Ubi Jalar dan Probiotik (Sinbiotik)

Tepung ubi jalar sebanyak 50 g dilarutkan dalam 500 mL alkohol 70% dalam erlenmeyer. Dihomogenkan dengan magnetic stirrer selama 24 jam lalu disaring dengan kertas saring (Whatman No. 41). Hasil saringan dipekatkan dengan evaporator vaccum selama 1 jam. Prebiotik siap dipakai dan dicampurkan dalam pakan. Kuning telur sebanyak 0,2 g dicampur prebiotik tepung ubi jalar 0,2 mL dan B. cereus 0,1 mL; serta pakan komersial 10 g dimasukkan ke dalam mortar dan dicampur merata. Hal ini dilakukan sebanyak 3 kali untuk 3  akuarium perlakuan dengan penambahan sinbiotik.

Penyiponan dasar wadah pemeliharaan ikan dilakukan setiap 2 hari sekali untuk membuang sisa pakan dan feses. Penggantian air media sebesar 20% dari total volume air media pemeliharaan pada waktu dilakukan penyiponan. Pengujian kualitas air dilakukan pada awal (hari ke-1), hari ke-7, dan hari ke-14 selama masa pemeliharaan.

Uji Tantang

Setelah dilakukan masa pemeliharaan selama 14 hari, pada hari ke-15 dilakukan uji tantang terhadap benih ikan nila. Infeksi buatan dilakukan melalui teknik penyuntikan secara intramuscular (IM) dengan dosis S. agalactiae 0,1 mL/ekor pada konsentrasi 105 CFU/mL yang merupakan dosis LD50 (Taukhid, 2009) . Pengamatan dilakukan setiap 6 jam/hari pada pukul 08.00, pukul 14.00, dan pukul 20.00 , terhadap gejala klinis dan sintasan (SR ) benih ikan nila hingga hari ke-14 setelah proses infeksi. Pengamatan dihentikan manakala ikan uji mati secara keseluruhan meskipun belum mencapai 14 hari. Pada masa uji tantang, tidak dilakukan penyiponan agar bakteri S. agalactiae tidak terbuang bersama air yang diganti. Pemberian pakan dilakukan seperti pada masa pemeliharaan ikan sebelum uji tantang.

Parameter yang diamati adalah gejala klinis dari efek penggunaan probiotik dan uji tantang, differensial leukosit, dan indeks fagositosis.

Gejala Klinis

Gejala klinis yang diamati adalah kerusakan permukaan tubuh (gejala klinis eksternal) dan tingkah laku ikan yang mencakup respons terhadap pakan uji. Pengamatan tersebut dilakukan saat uji tantang sampai akhir penelitian.

Differensial Leukosit

Pengamatan differensial leukosit dilakukan sebanyak tiga kali sampling yaitu sebelum pemberian probiotik, pasca pemberian probiotik B. cereus, dan pada hari ke-7 setelah uji tantang. Pengamatan dilakukan untuk mengetahui perubahan jumlah total leukosit yang berkaitan dengan respons kekebalan tubuh ikan pada saat pemberian probiotik dan setelah uji tantang.

Indeks Fagositosis

Pengamatan indeks fagositosis dilakukan sebanyak tiga kali yaitu sebelum pemberian probiotik, saat pemberian probiotik B. cereus dan pada hari ke-7 dan ke-14 setelah uji tantang. Pengamatan pada saat perlakuan B. cereus untuk mengetahui peningkatan sel fagosit, dan pengamatan pada setelah uji tantang untuk mengetahui kemampuan leukosit dalam melakukan mekanisme fagositosis saat diinjeksi S. agalactiae.

Analisis Data

Pengaruh perlakuan terhadap tingkat sintasan pada ikan uji dianalisis dengan analisis sidik ragam dengan uji F, apabila terdapat perbedaan nyata antar perlakuan dianalisis dengan uji jarak Duncan dengan taraf 5% (Gasperz et al., 1991) dan untuk mengetahui hubungan masing-masing perlakuan dengan sintasan dianalisis dengan analisis regresi. Adapun hasil pengamatan gejala klinis, differensial leukosit, indeks fagositosis, dan kualitas air dianalisis secara deskriptif.

HASIL DAN BAHASAN

Sintasan

Rata-rata tingkat sintasan ikan uji sebelum dilakukan uji tantang dengan S. agalactiae, pada 4 perlakuan selama dua minggu pengamatan adalah sebesar 99%-100%.

Hasil pengamatan setelah dilakukan uji tantang dengan S. agalactiae pada ikan nila, rata-rata tingkat sintasan ikan uji selama dua minggu pengamatan menunjukkan hasil yang bervariasi pada setiap perlakuan. Rata-rata sintasan ikan nila setelah diuji tantang dengan S. agalactiae sebesar 48,33%-70,00 %.

Selama masa pemeliharaan 7 hari setelah diinfeksi S. agalactiae, perlakuan kontrol (A) menunjukkan persentase rata-rata sintasan paling rendah, yaitu sebesar 48,33% (Gambar 1). Pada ikan uji dengan penambahan probiotik B. cereus (B) dalam pakan, penambahan prebiotik ekstrak tepung ubi jalar 2% (C) dan sinbiotik (D) memperlihatkan mortalitas yang lebih rendah dibandingkan dengan ikan kontrol (A). Perlakuan dengan tambahan sinbiotik yaitu campuran antara probiotik sebanyak 1% dan prebiotik sebanyak 2% (D) memberikan mortalitas terendah di antara perlakuan yang lainnya, sehingga memberikan sintasan tertinggi yaitu sebesar 70,00%.

Perlakuan (Treatments)

Gambar 1. Sintasan ikan nila (O. niloticus) setelah uji tantang pada pemberian probiotik dari setiap perlakuan

Figure 1. The survival rate of tilapia (O. niloticus)  after challenge test on each treatment

Sintasan ikan nila yang tidak diberi perlakuan (A) menghasilkan sintasan paling rendah (48,33%) setelah diuji tantang dengan S. agalactiae. Kondisi ini memperlihatkan ketahanan ikan nila yang rendah terhadap serangan S. agalactiae. Kemungkinan hal ini terjadi karena ketahanan ikan tidak distimulasi oleh probiotik yang berperan sebagai immunostimulan, sehingga dalam mempertahankan serangan S. agalactiae ikan nila hanya menggunakan pertahanan alami dalam kondisi normal sehingga tidak mampu dalam mempertahankan serangan S. agalactiae yang lebih kuat.

Berdasarkan hasil pengamatan terlihat bahwa ikan dengan perlakuan penambahan sinbiotik (D) paling baik dan tepat dalam menanggulangi infeksi S. agalactiae dengan nilai sintasan tertinggi sebesar 70,00% dan kadar neutrofil tertinggi yaitu 31,5%. Berdasarkan perhitungan analisis ragam disimpulkan bahwa penambahan sinbiotik berbeda terhadap ikan perlakuan kontrol (A) namun tidak berpengaruh terhadap ikan uji dengan perlakuan penambahan probiotik B. cereus 1% (B) dan ikan dengan penambahan prebiotik ekstrak tepung ubi jalar 2% (C). Maka pemberian sinbiotik ini dinilai efektif penggunaannya dibandingkan dengan perlakuan kontrol.

Differensial Leukosit

Persentase jenis-jenis leukosit yang berperan dalam sistem ketahanan tubuh yaitu limfosit, monosit, dan neutrofil (Gambar 2). Tiga jenis sel ini merupakan bentuk dari leukosit yang berperan dalam merespons kekebalan terhadap antigen (partikel asing) dalam darah.

Berdasarkan hasil pengamatan terhadap differensial leukosit ikan uji selama masa pengamatan setelah uji tantang (Tabel 1),

proporsi jumlah limfosit menunjukkan jumlah yang paling banyak dibandingkan dengan jumlah monosit dan neutrofil. Namun, setelah dilakukan penginfeksian terhadap ikan uji dengan S. agalactiae didapatkan peningkatan jumlah proporsi neutrofil yang menunjukkan bahwa ikan uji terserang S. agalactiae. Peningkatan jumlah neutrofil diasumsikan menjadi respons terhadap bakteri merugikan yang masuk dan menyerang tubuh ikan uji. Neutrofil berperan dalam merespons infeksi yang diakibatkan oleh bakteri sehingga persentasenya akan meningkat (Purwanto, 2006).

Standar jumlah leukosit ikan nila (O. niloticus) 3.390-14.200 /mm 3 dengan neutrofil 3,25%-8,40%; eosinofil 2,40%-8 ,00%; limfosit

60,20%-81,00%; dan monosit 7,75%-29,20 % (Salasia et al., 2001). Berdasarkan standar persentase proporsi ikan nila maka dapat dilihat terjadi peningkatan proporsi jumlah neutrofil ikan nila yang telah diberi perlakuan (selama masa induksi) dan terjadi peningkatan yang tinggi pada saat dilakukan pengamatan setelah ikan nila diuji tantang dengan S. agalactiae ( Tabel  2).

Ketahanan tubuh ikan nila terhadap infeksi

S. agalactiae lebih rendah pada perlakuan

Neutrofil (N), limfosit (L), dan monosit (M) (Neutrofil (N), lymphosit (L), and monocyte (M))

Gambar 2. Gambaran sel darah ikan nila (O. niloticus) pada perlakuan A sampai D

Figure 2. Blood cells of tilapia (O. niloticus) after treated by different treatment and challenge test

penambahan probiotik (B) dan pada penambahan prebiotik (C) dilihat dari proporsi neutrofil yang jumlahnya lebih rendah dibandingkan perlakuan penambahan sinbiotik ( D). Penambahan probiotik ditambah dengan prebiotik dalam pakan (D) memberikan sintasan yang lebih tinggi dibandingkan dengan perlakuan lainnya. Hal ini diperkuat bahwa probiotik B. cereus yang dikombinasikan dengan prebiotik mampu memicu ketahanan tubuh lebih baik yang terlihat dengan jumlah neutrofil yang tinggi yaitu sebesar 31 ,5% ( Tabel 1). Hal ini disebabkan karena prebiotik berfungsi sebagai sumber energi siap pakai dan tersedia di dalam saluran cerna sehingga probiotik dapat bertahan lebih lama dan berfungsi serta bekerja secara maksimal.

Pengamatan proporsi limfosit dalam darah mengalami penurunan setelah dilakukan penginfeksian pada ikan nila dengan S. agalactiae, baik pada perlakuan yang diberi penambahan probiotik B. cereus dan prebiotik maupun kontrol. Proporsi limfosit menurun karena antibodi digunakan untuk menyerang S. agalactiae, hal ini diduga karena pada saat setelah diinfeksi bakteri terjadi aktivitas perlawanan dari leukosit terhadap S. agalactiae. Peningkatan intensitas infeksi oleh patogen

Tabel 1.           Persentase diferensial leukosit ikan nila (O. niloticus)

Table 1.           Differential leucocyt percentage of tilapia (O. niloticus)

Parameter Parameters	Perlakuan Treatments		Observation
		S0	S1	S2
Limfosit Lymphosit	A B C D	72.0	61.5 62.5 61.0 62.0	51.5 49.0 47.5 48.0
Monosit Monocyte	A B C D	19.5	21.0 20.0 20.0 19.0	22.0 21.5 21.5 20.5
Neutrofil Neutrofil	A B C D	8.5	17.5 17.5 19.0 19.0	26.5 29.5 31.0 31.5

Keterangan (Remark):

S0 = Sebelum perlakuan (Before treatment); S1 = Setelah perlakuan (After treatment); S2 = Pasca uji tantang minggu ke-2 (After challenge test on week 2)

tertentu akan memicu peningkatan kebutuhan leukosit dan peningkatan kebutuhan tersebut mengakibatkan adanya pengurangan jumlah sel agen penyedia zat kebal tubuh yaitu limfosit (Herlina, 2007).

Jumlah neutrofil meningkat pada saat pengamatan pasca uji tantang minggu ke-2. Peningkatan proporsi neutrofil ini berhubungan dengan respons melawan partikel asing yang masuk. Neutrofil merupakan garis pertahanan pertama yang bergerak cepat ke arah bahan asing dan menghancurkannya (Tizard, 1988). Monosit masuk ke dalam jaringan, berdiferensiasi menjadi makrofag sehingga jumlah monosit berfluktuasi dalam darah. Kebutuhan monosit pada saat infeksi untuk memfagosit S. agalactiae sangat diperlukan, sehingga jumlahnya akan meningkat supaya dapat melakukan aktivitas perlawanan dalam mencukupi kebutuhan sel-sel fagosit. Persentase monosit semua perlakuan pada masa pengamatan pasca uji tantang minggu ke-1 meningkat dengan persentase monosit berkisar 26,5%-31,5%. Proporsi monosit dalam leukosit hanya sebesar 0,1% dan meningkat sekitar 38% dalam waktu singkat bila terjadi infeksi (Lucky, 1977 dalam Herlina, 2007).

Sistem imun non spesifik merupakan sistem pertahanan penting dan bersifat dasar bagi invertebrata khususnya pada ikan. Probiotik di dalam penelitian dapat memperbaiki parameter imunologi pada ikan nila, terutama dengan melihat peningkatan pertumbuhan yang secara tidak langsung diakibatkan oleh peningkatan respons imun. Hal ini sesuai dengan penelitian Wang et al. (2008) menggunakan probiotik Enterococcus faecium pada ikan tilapia (Oreochromis niloticus) untuk meningkatkan pertumbuhan dan respons imun dan ternyata komplemen, aktivitas serum myeloperoksidase (MPO), serta aktivitas respiratory burst lebih tinggi daripada ikan kontrol.

Indeks Fagosit

Leukosit merupakan salah satu komponen darah yang berfungsi sebagai pertahanan nonspesifik yang akan melokalisasi dan mengeliminasi patogen melalui fagositosis (Anderson, 1992). Meningkatnya indeks fagositosis menunjukkan adanya peningkatan kekebalan tubuh (Brown, 2000).

Berdasarkan hasil pengamatan bahwa indeks fagositosis dalam darah ikan uji yang diberi penambahan probiotik B. cereus ( B dan D) lebih tinggi dibandingkan dengan ikan kontrol (A) dan ikan dengan penambahan prebiotik (C) (Tabel 2). Penambahan prebiotik akan menjadi makanan bagi probiotik dalam usus ikan sehingga nilai indeks fagosit pada ikan dengan penambahan sinbiotik (D) juga tinggi. Meningkatnya ketahanan tubuh dapat diketahui dengan meningkatnya aktivitas fagosit (Herlina, 2007). Maka terlihat dengan penambahan probiotik melalui pakan mampu meningkatkan nilai indeks fagosit dan meningkatkan sistem imun yang akhirnya nilai sintasan ikan pada perlakuan penambahan probiotik (B dan D) lebih tinggi dibandingkan pada ikan kontrol (A) dan ikan dengan pakan yang ditambah prebiotik saja (C) (Tabel 2).

Hal ini diduga karena probiotik B. cereus masuk ke dalam tubuh ikan melalui pakan ini di dalam usus terjadi kompetisi nutrien atau ruang antara probiotik dengan bakteri patogen. Ikan pada perlakuan kontrol (A), sel fagositnya tidak bekerja dengan baik sehingga ikan mudah sekali terinfeksi S. agalactiae, hal ini menyebabkan sintasan ikan nila sangat rendah mencapai 48,33%.

Sel-sel fagosit ini berfungsi untuk melakukan fagositosis terhadap benda asing yang masuk ke dalam tubuh inang. Fagositosis

Gambar 3. Fagositosis antigen oleh sel fagosit pasca uji tantang ( pembesaran 100x)

Figure 3. Antigen phagocytosis by phagocyte cell post challenge test (100x magnificent)

merupakan mekanisme pertahanan nonspesifik yang secara umum mampu melindungi adanya serangan penyakit. Sel fagosit ini berfungsi untuk melakukan fagositosis terhadap benda asing yang masuk ke dalam tubuh inang. Pola peningkatan persentase indeks fagositik ini merupakan fungsi dari peningkatan total leukosit maupun presentasi jenis leukosit masing-masing pada limfosit, monosit, dan neutrofil (Herlina, 2007).

Tabel 2. Rata-rata nilai fagositosis ikan uji

Table 2. Phagocytosis average value of fish sample

Perlakuan Treatments		Rataan nilai fagositosis Phagocytosis average value (%)
	S0	S1	S2	S3
A B C D	9.9	15.5 30.5 20.0 51.5	20.5 50.5 41.0 60.5	30.5 65.5 52.0 70.0

Keterangan (Remark):

S0 = Sebelum perlakuan (Before treatment); S1 = Setelah perlakuan (After treatment); S2 = Pengamatan pasca uji tantang minggu 1 (Week 1 observation after challenge test); S3 = Pengamatan pasca uji tantang minggu 2 (Week  2 observation after challenge test)

Indeks fagositosis setelah uji tantang mengalami peningkatan baik pada ikan dengan perlakuan penambahan probiotik dan prebiotik ( B, C, dan D) maupun kontrol (A). Peningkatan

aktivitas fagositik diduga karena adanya infeksi S. agalactiae yang menyebabkan beban kerja sel fagositik menjadi lebih besar, sehingga kemampuan memfagositosis bakteri mengalami peningkatan dan jumlah sel yang memfagosit mengalami peningkatan. Gill & Martin (2002) menyatakan bahwa pada mamalia bakteri probiotik dapat menstimulir respons imun melalui interaksi dengan sistem imun di dalam pencernaan (usus). Mekanisme interaksi bakteri probiotik dan sistem imun dalam usus terjadi pada bagian peyer”s patches yaitu bagian yang terletak di antara vili-vili usus yang berbentuk oval dan di dalamnya kaya akan limfosit dan makrofag. Bakteri probiotik akan dibawa menuju peyer’s patches yang kemudian akan menstimulasi limfosit B membentuk IgM menjadi IgA dan menstimulasi peningkatan jumlah sitokin (IL-4, IL-6, TGF-, dan TNF). Interaksi bakteri probiotik juga akan menstimulasi sel T pembentuk sel Th yang akan mengaktifkan makrofag untuk memusnahkan bakteri patogen. Sitokin, IgA, dan makrofag yang diaktivasi oleh bakteri probiotik akan dibawa menuju nodus limfoid mesentrik kemudian menuju ke seluruh jaringan.

Stimulasi respons imun oleh bakteri probiotik di dalam saluran pencernaan ikan berbeda dengan mamalia (Nayak, 2010). Ikan tidak memiliki peyer’s patches, tetapi terdapat sel yang berfungsi sebagai sistem imun yaitu sel acidophilic granulocytes (AGs), sel Ig+, sel T, makrofag, granulosit, dan IgM. Interaksi bakteri probiotik di dalam saluran pencernaan dapat meningkatkan dan mengaktivasi sel-sel sistem imun tersebut, kemudian akan masuk ke pembuluh darah dan terbawa ke jaringan untuk meningkatkan respons di seluruh tubuh ikan.

Gejala Klinis

Pengamatan gejala klinis ikan nila dilakukan setelah dilakukan uji tantang dengan S. agalactiae dengan kepadatan 103 CFU/mL sebanyak 0,1 mL. Gejala klinis awal terlihat jelas berupa melanosis, berenang terbalik (whirling) , dan mata mengalami eksopthalmus lateral maupun bilateral pada ikan kontrol (A), ikan dengan penambahan probiotik B. cereus (B), dan ikan dengan penambahan prebiotik (C), sedangkan ikan pada perlakuan penambahan sinbiotik (D) tidak menunjukkan gejala klinis. Penambahan sinbiotik menunjukkan kemampuan menahan serangan awal akibat infeksi S. agalactiae. Pada 6 jam pertama sampai 24 jam penginfeksian, gejala klinis yang timbul belum terlihat. Terjadinya proses penghambatan sementara ini mengindikasikan bahwa dengan penambahan probiotik yang dikombinasi dengan prebiotik dapat meningkatkan daya tahan tubuh ikan nila, serta menghambat serangan S. agalactiae yang menginfeksi ikan nila sehingga dapat meningkatkan sintasan ikan nila.

Kerusakan jaringan tubuh pertama kali muncul setelah 36 jam penginfeksian S. agalactiae, yang ditandai dengan gerak renang tubuh ikan yang abnormal dan sulit bernafas serta terjadi perubahan pigmentasi tubuh ikan. Pada hari ke-2 sampai hari ke-11 setelah diuji tantang, ikan nila mulai timbul gejala klinis. Gejala klinis terlihat jelas pada ikan kontrol (A) dibandingkan dengan perlakuan yang diberi probiotik dan prebiotik (B, C, dan D). Kerusakan jaringan mata ikan nila ini diduga akibat toksin yang dikeluarkan oleh S. agalactiae yang terbawa aliran darah ke seluruh tubuh dan langsung menginfeksi jaringan mata ikan dan terjadi eksopthalmia ( Gambar  4).

Pada hari ke-12 sampai dengan ke-14 setelah penginfeksian kondisi ikan nila berangsur-angsur membaik, hal ini terlihat dari respons makan ikan dan pergerakan renang ikan yang kembali normal. Hal ini disebabkan karena sistem imun ikan terutama non-spesifik mampu menanggulangi infeksi patogen di dalam tubuh. Probiotik dapat membantu tubuh untuk meningkatkan kemampuan sistem imun non-spesifik untuk aktif di dalam proses fagositosis patogen apalagi jika tersedia prebiotik, maka peran probiotik menjadi lebih maksimal. Kualitas Air

Nilai parameter kualitas air media pemeliharaan selama penelitian berada pada kisaran yang sesuai untuk pemeliharaan ikan nila (Tabel 3). Hal ini menunjukkan bahwa hasil penelitian yang diperoleh disebabkan adanya perbedaan perlakuan dan bukan merupakan pengaruh dari kualitas air.

Selama penelitian dilakukan pengukuran terhadap beberapa parameter kualitas air yaitu: suhu, pH, DO, dan NH3 . Pengamatan kualitas air digunakan sebagai parameter pendukung selama penelitian. Pengamatan diuji pada awal penelitian, tengah, dan akhir penelitian.

Gambar 4. Pendarahan kornea dan eksopthalmia pada ikan nila yang terinfeksi S. agalactiae

Figure 4.          Cornea haemorrhagiae and exopthalmia on O. niloticus infected because of S. agalactiae

Tabel 3.           Nilai kualitas air media pemeliharaan O. niloticus dengan perlakuan yang berbeda selama penelitian

Table 3.           Value of water quality maintenance O. niloticus cultured with different treatments

Standar optimum

Optimum standard      6.5-9  Boyd (1982)     < 0.1 Cahyono (2000) 14-35

Boyd (1982)    Minimal 2 Boyd (1982)

The observation of water quality values Perlakuan

Berdasarkan hasil pengukuran kualitas air selama penelitian menunjukkan bahwa nilai kualitas air yang diperoleh berada dalam kisaran yang optimum untuk pertumbuhan ikan nila. Hal ini sesuai dengan pernyataan Boyd (1982) dan Cahyono (2000). Berdasarkan hasil pengukuran kualitas air memperlihatkan bahwa penambahan bakteri probiotik Bacillus sp. yang dikombinasikan dengan ekstrak tepung ubi jalar (prebiotik) ke dalam pakan komersial dapat mempertahankan ketahanan tubuh ikan dan menjaga kualitas air media pemeliharaan ikan nila. Dengan demikian, dapat dikemukakan bahwa kualitas air masih dalam batas toleransi untuk budidaya ikan nila, sehingga kematian ikan nila bukan akibat kualitas air yang tidak sesuai, tetapi oleh aktivitas S. agalactiae.

KESIMPULAN DAN SARAN

Kesimpulan

Berdasarkan data hasil penelitian dapat disimpulkan bahwa pemberian 1% probiotik Bacillus cereus dan prebiotik (ekstrak tepung ubi jalar) 2% (sinbiotik) ke dalam pakan komersial dapat meningkatkan rata-rata sintasan ikan nila sebesar 70,00%; kadar neutrofil 19%; dan aktivitas fagosit sebesar 51,5% setelah diuji tantang dengan Streptococcus agalactiae yang lebih baik jika dibandingkan dengan kontrol, probiotik, dan prebiotik saja dengan tingkat sintasan masing-masing 48,33%; 56,67%; dan 60%.

Saran

Perlu dilakukan uji skala lapang penambahan 1% probiotik Bacillus cereus yang dicampur 2% prebiotik ekstrak tepung ubi jalar (sinbiotik) ke dalam pakan komersial.

DAFTAR ACUAN

Anderson, D.P. 1992. Fish Immunology. In Snieszko & H.R. Axelord (Eds.). Disease of Fishes. TFH Publication. England, 185 pp.

Baya, A.M., Lupiani, B., Hetrick, F.M., Robertson, B.S., Lucacovic, R., May, E., & Puokish, C. 1990. Association of Streptococcus sp. with mortalities in the Chesapeake bay and it’s tributaries. J. of Fish Dis., 13: 251-253.

Boyd, C.E. 1982. Water quality management for pond fish culture. Elsevier Scientific Publishing Company. Amsterdam, 319 pp.

Brown. 2000. Applied Fish Pharmacology. Kluwer Academic Publisher. Netherland, 309 pp.

Cahyono, B. 2000. Budidaya ikan air tawar (ikan gurami, ikan nila, ikan mas). Penerbit Kanisius. Yogyakarta, 87 hlm.

Chang, P.H. & Plumb, J.A. 1996. Histopatology of eksperimental Streptococcus sp. infection in tilapia. Oreochromis niloticus (L.) and chanel catfish, Ichtalurus punctatus (Rafinesque). J. of Fish Dis., 19: 235-241.

Gasperz, V. 1991. Metode perancangan percobaan untuk ilmu-ilmu pertanian, Ilmuilmu Teknik dan Biologi. Armico Bandung, 472 hlm.

Gill, H.S. & Martin, L.C. 2002. Probiotic and immune function. In Calder, P.C., Catherine, J.F., & Gill, H.S. (Eds.) Nutrition and Immune Function. Cabi Publishing, 105 pp.

Herlina, T. 2007. Gambaran darah pada ikan mas (Cyprinus carpio L.) yang terserang berbagai jenis golongan penyakit berdasarkan analisis hematologi darah dan diferensiasi leukosit. Stasiun Karantina Ikan Kelas II Bengkulu, 85 hlm.

Lusiastuti, A.M., Condro, A.H., Sumiati, T., Wijaya, A., & Sularto. 2011. Uji seleksi probion anti Streptococcus agalactiae untuk formulasi sediaan monospesies dan multispesies. Prosiding Forum Inovasi Teknologi Akuakultur Jilid 2, Bali, 19-21 Juli 2011, hlm. 639647.

Mahious, A.S., Gatesoupe, F.J., Hervi, M., Metailler, R., & Ollevier, F. 2006. Effect of dietary inulin and oligosaccharides as prebiotics for weaning turbot, Psetta maxima. J. of Aquaculture International, 14(3): 219-229.

Nayak, S.K. 2010. Probiotics and immunity: A fish perspective. J. Fish and Shellfish Immunology, 29: 2-14.

Purwanto, A. 2006. Gambaran darah ikan mas (Cyprinus carpio) yang terinfeksi koi herpes virus. Skripsi. Program Studi Teknologi dan Manajemen Akuakultur. FPIK Institut Pertanian Bogor, 26 hlm.

Salasia, S.I.O., Sulanjari, D., & Ratnawati, A. 2001. Studi hematologi ikan air tawar. Biologi, 2(12): 710-723.

Short, S., Ouwehand, A.C., & Salminen, S. 1999. Probiotics: mechanism and established effects. Int. Dairy Journal, 9: 43-52.

Sumiarti, H. 2000. Pengaruh antibiotik neomycin terhadap sintasan ikan nila gift dalam menanggulangi Streptococciasis. Skripsi. Fakultas Perikanan dan Ilmu Kelautan Universitas Padjajaran Bandung, 84 hlm.

Taukhid. 2009. Efektivitas pemberian vaksin Streptococcus spp. pada benih ikan nila (Oreochromis niloticus) melalui teknik perendaman untuk mencegah penyakit Streptococciasis. Laporan Penelitian Hibah Penelitian bagi Peneliti dan Perekayasa Departemen Kelautan dan Perikanan, Balai Riset Perikanan Budidaya Air Tawar, Pusat Riset Perikanan Budidaya, 33 hlm.

Tizard, I. 1988. Pengantar imunologi veteriner. Edisi ke-2. Partodirejo, M. Hardjosworo, S. Penerjemah: Surabaya, Airlangga University Press. Terjemahan dari: An Introduction to Veterinary Immunology, 152 hlm.

Verschuere, L., Rombaut, G., Sorgeloos, P., & Verstraete, W. 2000. Probiotic bacteria as biological control agents in aquaculture. Microbiol. Mo. Biol. Rev., 64: 655-671.

Wang, Y.B., Tian, Z.Q., Yao, J.T., & Li, W.F. 2008. Effect of probiotics, Enterococcus faecium, on tilapia (Oreochromis niloticus)  growth performance and immune response. Aquaculture, 277: 203-207. 
Penulis : David Kurniawan, S.St.Pi